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Criopreservación de aislados nativos de la bacteria ruminal Fibrobacter succinogenes

Corporación Colombiana de Investigación Agropecuaria (Agrosavia)
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Martha Liliana Arcos

Microbióloga MSc, Programa de Fisiología y Nutrición Animal, CI Tibaitatá.
Corporación Colombiana de Investigación Agropecuaria (Agrosavia)
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Faisury Ossa

Microbióloga MSc, Programa de Fisiología y Nutrición Animal, CI Tibaitatá.
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Tito Efraín Díaz

MVZ, PhD. Subdirección de Investigación Estratégica, CI Tibaitatá, A.A. 240142 Las Palmas, Bogotá.

Bacterias celulolíticas Población Estándar de turbidez Criopreservación Viabilidad

Resumen

En el presente trabajo se estandarizó una técnica de criopreservación en nitrógeno líquido, usando como crioprotector dimetil sulfóxido al 5%, para la preservación de aislados nativos bacterianos de Fibrobacter succinogenes. El respectivo protocolo de criopreservación se evaluó determinando la viabilidad bacteriana por el transcurso de un año. La escala de MacFarland, ampliamente conocida en la estimación de poblaciones bacterianas aerobias, fue validada como técnica de estimación de bacterias anaerobias, usando la técnica de conteo bacteriano por roll-tube (R2 = 0.95). Se utilizaron dos aislados nativos, C7 y C9, de Fibrobacter succinogenes, obtenidos del rumen de bovinos en pastoreo de Brachiaria decumbens, en los Llanos Orientales de Colombia. Quince días después de la exposición de los cultivos al proceso de criopreservación, se apreció una reducción en el número de bacterias viables con relación a la población inicial de cada uno de los aislados (C7 = 9.25 x 108 UFCml-1 vs. 6.15 x 108 UFCml-1 y C9 = 12.51 x 108 UFCml-1 vs. 9.26 x 108 UFCml-1). Sin embargo, no se presentaron diferencias en la población de bacterias viables en los muestreos posteriores (C7 = 6.13 – 6.16 x 108; C9 = 9.26 – 9.35 x 108 UFCml-1). Esta técnica permite mantener la viabilidad bacteriana y puede considerarse como un procedimiento eficiente y de fácil aplicación para la preservación de bacterias ruminales. Además, constituye una herramienta fundamental para el establecimiento de bancos de germoplasma de microorganismos anaerobios ruminales en Colombia. El uso conjunto de las técnicas de criopreservación y la escala de MacFarland, posee ventajas sobre los métodos de preservación y estimación de poblaciones por cultivos activos, por su confiabilidad, eficiencia y bajo costo.

 

 

Martha Liliana Arcos, Corporación Colombiana de Investigación Agropecuaria (Agrosavia)

Microbióloga MSc, Programa de Fisiología y Nutrición Animal, CI Tibaitatá.

Faisury Ossa, Corporación Colombiana de Investigación Agropecuaria (Agrosavia)

Microbióloga MSc, Programa de Fisiología y Nutrición Animal, CI Tibaitatá.

Tito Efraín Díaz, Corporación Colombiana de Investigación Agropecuaria (Agrosavia)

MVZ, PhD. Subdirección de Investigación Estratégica, CI Tibaitatá, A.A. 240142 Las Palmas, Bogotá.

Arcos, M. L., Ossa, F., & Díaz, T. E. (2004). Criopreservación de aislados nativos de la bacteria ruminal Fibrobacter succinogenes. Ciencia Y Tecnología Agropecuaria, 5(1), 60–63. https://doi.org/10.21930/rcta.vol5_num1_art:26

Arcos, M.L. 1998. Aislamiento, conservación y evaluación de la cinética de crecimiento y actividad celulolítica de cepas de Fibrobacter succinogenes de bovinos en pastoreo de gramíneas tropicales. Tesis de Maestría, Pontificia Universidad Javeriana, Colombia.

Bryant, M. P. 1972. Commentary on the Hungate technique for culture of anaerobic bacteria. Am. J. Clin. Nutr. 25, 1324-1328. https://doi.org/10.1093/ajcn/25.12.1324

Carpenter, L. 1969. Microbiología. Segunda edición. Editorial Médica Panamericana S.A. Méjico DF. p. 205-215.

Gerhardt, R.G.; Murray, E.; Wood, W.; Krieg, L.R. 1994. Methods for General and Molecular Bacteriology. American Society for Microbiology. Washington. 50 p.

Hobson P. N., 1988. The rumen microbial ecosystem. Elsevier. London and New York, pp. 527.

Hsu, J.T.; G. C. Fahey. 1990. Effects of Centrifugation Speed and Freezing on Composition of Ruminal Bacterial Samples Collected from Defaunated Sheep. J. Dairy Sci. 73: 149 -152. https://doi.org/10.3168/jds.S0022-0302(90)78658-4

Hungate, R. E. 1966. The rumen and its microbes. Academic Press. New York and London. 533.

Hungate R. E. 1972. In Challenging biological problems directions toward their solution. J.A. Behnke, pp 343-56. New York: Oxford Univ. Press.

Koneman, E. W.; Allen, S. D.; Dowell V. R.; Sommers, H. M. 1987. Diagnóstico microbiológico. J.B. Lippincott Company. Philadelphia. p. 386.

Lennette, E. H.; A. Balows ; W. J. Jr. Hausley;. J. R. Truant. 1980. Manual of Clinical Microbiology. Third edition. American Society for Microbiology. Washington, U.S.

Li, R. C.; D. E. Nix ; J. J. Schentag. 1993. New turbidimetric assay for quantification of viable bacteria densities. Antimicrobial Agents and Chemotherapy 2: 371-374. Mackie, R. I.; J.J. Therion. 1984. Influence of mineral interactions on growth efficiency of rumen bacteria. Herbivore nutrition in the subtropics and tropics. The Sci. Press. Craighall, So Afr. 45. https://doi.org/10.1128/AAC.37.2.371

Malik, K. A. 1988. A new freeze-drying method for the preservation of nitrogenfixing and other fragile bacteria. J. Microbiol. Methods 8:259-271. https://doi.org/10.1016/0167-7012(88)90008-5

Malik, K. A. 1990. Use of activated charcoal for the preservation of anaerobic phototrophic and other sensitive bacteria by freeze-drying. J. Microbiol. Methods. 12: 117-124. https://doi.org/10.1016/0167-7012(90)90021-W

Malik, K. A. 1991. Cryopreservation of bacteria with special reference to anaerobes. World Journal of Microbiology and Biotechnology. 7:629-632 https://doi.org/10.1007/BF00452850

Malik, K. A. 1992. A new method for preservation of microorganisms by liquiddrying under anaerobic conditions. J. Microbiol. Methods. 14:239-245. https://doi.org/10.1016/0167-7012(92)90056-A

Mojica, J.R. 1993. Estandarización del método Roll Tube para el conteo y aislamiento de bacterias anaerobias ruminales. Tesis; Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, Universidad Nacional de Colombia. 1-138 pp.

Moore L. V. H., Moore W. E.C. 1977. The Virginia Polytechnic Institute and State University Anaerobe. Laboratory Blacksburg, Virginia.

Ossa, F. 1999. Identificación molecular de bacterias celulolíticas ruminales y degradación de la pared celular de Bouteloua repens por cepas nativas de Ruminococcus flavefaciens. Tesis de Maestría, Pontificia Universidad Javeriana, Colombia.

Rodríguez, F.; Díaz, T.; Mackenzie, G.; Guatita, L.; Afanador, G. 1996. Aislamiento, patrón de fermentación de carbohidratos y caracterización morfológica de bacterias celulolíticas del rumen de bovinos alimentados con heno de raigrás en Colombia. Rev. Corpoica 1(1):23-28. https://doi.org/10.21930/rcta.vol1_num1_art:148

Roger V.; Fonty, G. ; Andre, C. ; Gouet, P. 1992. Effects of Glycerol on the growht, Adhesion, and Cellulolytic Activity of Rumen Cellulolytic Bacteria and Anaerobic Fungi. Current Microbiology 25: 197-201 https://doi.org/10.1007/BF01570719

Teather R. 1982. Maintenance of Laboratory Strains of Obligately Anaerobic Rumen Bacteria. Appl. Environ. Microbiol. 2: 499- 501. https://doi.org/10.1128/AEM.44.2.499-501.1982

Velicier, G. J.; Kross, L.; Lenski, R. E. 1998. Fruiting body formation by Bacillus subtilis. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 95: 12376- 12380.

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