Resumen
Las medidas de prevención y control sanitario en sistemas productivos piscícolas de tilapia son un reto para los pequeños productores campesinos en Colombia. El objetivo de este trabajo consistió en identificar in situ el estado sanitario de pequeños centros de producción de tilapia en el municipio de San Carlos, Antioquia. Se realizaron análisis macro y microscópico de 140 peces, se tomaron muestras de los principales órganos y se evaluó Streptococcus agalactiae, S. iniae, y Edwardsiella tarda a través de pcr. Se tomaron tres peces por producción y se determinó la presencia de Escherichia coli en filete. Además, se evaluó la concentración de oxígeno disuelto, la temperatura, los sólidos totales disueltos, la salinidad, la conductividad, el pH y la presencia microbiológica de E. coli y coliformes totales en agua. Por su parte, los hallazgos macroscópicos evidenciaron anormalidades en ojos, riñón posterior e hígado. Los microorganismos hallados fueron: monogéneos (53,9 %), tricodínidos (29,1 %) y Epistylis (7,8 %). Los peces con monogéneos presentaron un peso y una longitud mayor que aquellos negativos (p = 0,017 y 0,045, respectivamente) y lesiones en branquias en mayor proporción (rp = 1,56, ic95 % 1,17-2,06, p = 0,006). La presencia de tricodínidos presentó una relación estadísticamente significativa con el pH, la conductividad y la concentración de sal, además, las pruebas moleculares fueron negativas. La información generada puede utilizarse para plantear acciones zootécnicas y sanitarias para mejorar el estatus sanitario de los sistemas productivos de tilapia en San Carlos.
845 678- calidad del agua
- inocuidad alimentaria
- Oreochromis
- producción de acuicultura
- sanidad
- Aguirre-Fey, D., Benítez-Villa, G. E., Pérez-Ponce de León, G., & Rubio-Godoy, M. (2015). Population dynamics of Cichlidogyrus spp. and Scutogyrus sp. (Monogenea) infecting farmed tilapia in Veracruz, México. Aquaculture, 443(1), 11-15. https://doi.org/10.1016/j.aquaculture.2015.03.004
- Abdel-Latif, H., Dawood, M., Menanteau-Ledouble, S., & El-Matbouli, M. (2020). The nature and consequences of co-infections in tilapia: A Review. Journal of Fish Diseases, 43(6), 651-664. https://doi.org/10.1111/jfd.13164
- apha, awwa, & wef. (1998). 9221 A-C multiple-Tube Fermentation Technique for Members of the Coliform Group, 9221D Presence- Absence coliform Test & 9221 e Fecal Coiform Procedure. https://beta-static.fishersci.com/content/dam/fishersci/en_US/documents/programs/scientific/technical-documents/white-papers/apha-bacterial-count-detection-white-paper.pdf
- Briones-Pérez, E., Hernández-Acosta, E., Leal-Mendoza, A. I., & Calvario-Rivera, C. I. (2017). La calidad del agua en diferentes unidades de producción acuícola de Tlaxcala, México. Revista Iberoamericana de Ciencias, 4(5), 40-44. http://www.reibci.org/publicados/2017/oct/2500108.pdf
- Buján, N., Mohammed, H., Balboa, S., Romalde, J. L., Toranzo, A. E., Arias, C. R., & Magariños, B. (2018). Genetic studies to re-affiliate Edwardsiella tarda fish isolates to Edwardsiella piscicida and Edwardsiella anguillarum species. Systematic and Applied Microbiology, 41(1), 30-37. https://doi.org/10.1016/j.syapm.2017.09.004
- Burbano-Gallardo, E., Duque-Nivia, G., Imues-Figueroa, M., González-Legarda, E., Delgado-Gómez, M. & Pantoja-Díaz, J. (2021). Efecto de cultivos piscícolas en los sedimentos y la proliferación de comunidades bacterianas nitrificantes en el lago Guamuez, Colombia. Ciencia & Tecnología Agropecuaria, 22(2). https://doi.org/10.21930/rcta.vol22_num2_art:1581
- Dang, M., Basson, L., Bach, L., Sonne, C., Nørregaard, R., & Nowak, B. (2019). Trichodinid infections in internal organs of shorthorn sculpin (Myoxocephalus scorpius) collected around an industrial harbour in Nuuk, Greenland. Parasitology, 146(4), 506-510. https://doi.org/10.1017/S0031182018001774
- El-Sayed, A. F. (2006). Tilapia culture. Reino Unido: CABI Publishing Oxfordshire U.K.
- Fuentes, R. M., Ramos, J. A., Jiménez, M. C., & Esparza, M. (2015). Caracterización de la materia orgánica disuelta en agua subterránea del Valle de Toluca mediante espectrofotometría de fluorescencia 3D. Revista Internacional de Contaminación Ambiental, 31(3), 253-264. http://www.scielo.org.mx/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S0188-49992015000300005&lng=es&tlng=es
- Gorlach-Lira, K., Pacheco, C., Carvalho, L. C., Melo Júnior, H. N., & Crispim, M. C. (2013). The influence of fish culture in floating net cages on microbial indicators of water quality. Brazilian Journal of Biology, 73(3), 457-463. https://doi.org/10.1590/S1519-69842013000300001
- Grano-Maldonado, M. I., Rodríguez-Santiago, M. A., García-Vargas, F., Nieves-Soto, M., & Soares, F. (2018). An emerging infection caused by Gyrodactylus cichlidarum Paperna, 1968 (Monogenea: Gyrodactylidae) associated with massive mortality on farmed tilapia Oreochromis niloticus (L.) on the Mexican Pacific coast. Latin American Journal of Aquatic Research, 46(5), 961-968. https://doi.org/10.3856/vol46-issue5-fulltext-9
- González, J. F. (2019). Calidad del agua en acuicultura. En Daza, P. V. & Landines, M. A. (eds.), Fundamentos de acuicultura continental (3era edición, pp. 23-42) Bogotá, Colombia: Autoridad Nacional de Acuicultura y Pesca. https://www.aunap.gov.co/2021/11/17/libro-fundamentos-de-acuicultura-continental-tercera-edicion/
- Hidalgo, L., Gonzáles, A. P., Pizango, E. G., & Murrieta, G. A. (2017). Monogéneos parásitos de Prochilodus nigricans (Characiformes: Prochilodontidae) provenientes del medio natural y un estanque de cultivo en la Amazonía peruana. Folia Amazónica, 26(2), 167-174. https://doi.org/10.24841/fa.v26i2.431
- Iregui, C. A., Hernández, E., Jiménez, A., Pulido, A., Rey, A. L., Comas, J., Peña, L. C., & Rodríguez, M. (2004). Primer mapa epidemiológico de las lesiones y enfermedades de los peces en Colombia. Bogotá: Universidad Nacional de Colombia. https://books.google.com/books/about/Primer_mapa_epidemiologico_de_las_lesion.html?id=1oXSMgEACAAJ
- Jiménez, A. P., Rey, A. L., Penagos, L. G., Ariza, M. F., Figuerosa, J., & Iregui, C. A. (2007). Streptococcus agalactiae: hasta ahora el único Streptococcus patógeno de tilapias cultivadas en Colombia. Revista de la Facultad de Medicina Veterinaria y de Zootecnia, 54(2), 285-294. https://www.redalyc.org/pdf/4076/407639214004.pdf
- Kralik, P., & Ricchi, M. (2017). A Basic Guide to Real Time PCR in Microbial Diagnostics: Definitions, Parameters, and Everything. Frontiers in microbiology, 8, 108. https://doi.org/10.3389/fmicb.2017.00108
- Laith, A. A., Ambak, M. A., Hassan, M., Sheriff, S. M., Nadirah, M., Draman, A. S., Wahab, W., Ibrahim, W. N., Aznan, A. S., Jabar, A., & Najiah, M. (2017). Molecular identification and histopathological study of natural Streptococcus agalactiae infection in hybrid tilapia (Oreochromis niloticus). Veterinary World, 10(1), 101-111. https://doi.org/10.14202/vetworld.2017.101-111
- Lim, S. Y., Ooi, A. L., & Wong, W. L. (2016). Gill monogeneans of Nile tilapia (Oreochromis niloticus) and red hybrid tilapia (Oreochromis spp.) from the wild and fish farms in Perak, Malaysia: infection dynamics and spatial distribution. SpringerPlus, 5(1), 1609. https://doi.org/10.1186/s40064-016-3266-2
- Maciel, P. O., García, F., & Chagas, E. C. (2018). Trichodinidae in commercial fish in South America. Reviews Fish Biology and Fisheries, 28, 33-56. https://doi.org/10.1007/s11160-017-9490-1
- Merino, M. C., Bonilla, S. P., & Bages, F. (2013). Diagnóstico del estado de la acuicultura en Colombia. Bogotá, Colombia: Autoridad Nacional de Acuicultura y Pesca. https://repository.agrosavia.co/handle/20.500.12324/36592
- Montoya-López, A. F., Tarazona-Morales, A. M., Olivera-Ángel, M., & Betancur-López, J. (2019). Desempeño productivo de cuatro procedencias de tilapia roja de Antioquia en condiciones de pequeños productores. Revista Veterinaria y Zootecnia, 13(1), 31-44. https://revistasojs.ucaldas.edu.co/index.php/vetzootec/article/view/87
- Noga, E. J. (2010). Fish Disease: Diagnosis and treatment (2da edición). California, Estados Unidos: Wiley-Blackwell. https://scholar.google.com.co/scholar_url?url=https://www.academia.edu/download/28237035/9780813806976.pdf&hl=es&sa=X&ei=nlmeY9rrJ_WSy9YPmeOauA4&scisig=AAGBfm0AY7zCmrNmI2DUnFUegLjlmVmWwg&oi=scholarr
- Nguyen, V. V., Dong, H. T., Senapin, S., Kayansamruaj, P., Pirarat, N., Rung-Ruangkijkrai, T., Tiawsirisup, S., & Rodkhum, C. (2020). Synergistic infection of Ichthyophthirius multifiliis and Francisella noatunensis subsp. orientalis in hybrid red tilapia (Oreochromis sp.). Microbial Pathogenesis, 147, 1043369. https://doi.org/10.1016/j.micpath.2020.104369
- Ordoñez, J. A., & Diaz, M. A. (1986). Microorganisms in foods 2. Sampling for microbiological analysis: Principles and specific applications. Canada: Blackwell Scientific Publications. https://seafood.oregonstate.edu/sites/agscid7/files/snic/sampling-for-microbiological-analysis-principles-and-specific-applications-icmsf.pdf
- Organización de las Naciones Unidas para la Alimentación y la Agricultura (fao). (2020). El estado mundial de la pesca y la acuicultura 2020. La sostenibilidad en acción. Roma, Italia: fao. http://www.fao.org/3/ca9229es/online/ca9229es.html
- Ojwala, R. A., Otachi, E. O., & Kitaka, N. K. (2018). Effect of water quality on the parasite assemblages infecting Nile tilapia in selected fish farms in Nakuru County, Kenya. Parasitology Research, 117(11), 3459-3471. https://doi.org/10.1007/s00436-018-6042-0
- Ortega, C., García, I., Irgang, R., Fajardo, R., Tapia-Cammmas, D., Acosta, J., & Avendaño-Herrera, R. (2018). First identification and characterization of Streptococcus iniae obtained from tilapia (Oreochromis aureus) farmed in Mexico. Journal of Fish Diseases, 41(5), 773- 782. https://doi.org/10.1111/jfd.12775
- Paredes-Trujillo, A., Velázquez-Abunader, I., Papiol, V., Del Rio-Rodríguez, R. E., & Vidal-Martínez, V. M. (2021). Negative effect of ectoparasite burdens on the condition factor from farmed tilapia Oreochromis niloticus in the Yucatan, Mexico. Veterinary Parasitology, 292, 109393. https://doi.org/10.1016/j.vetpar.2021.109393
- Pala, G., Farias, T. H., Alves, L. D., Pilarski, F., & Hoppe, E. G. (2018). Association of Epistylis spp. (Ciliophora: Peritrichia) with parasitic crustaceans in farmed piava Megaleporinus obtusidens (Characiformes: Anostomidae). Revista Brasileira de Parasitologia Veterinaria, 27(3), 348-353. https://doi.org/10.1590/S1984-296120180047
- Prats, F. L., Martinez, M., & Domínguez, A. (2011). Trichodinids ectoparasites (Cilophora: Peritrichia) of Clarias gariepinus (Pisces: Clariidae) cultured in Cuba. Journal AcuaCuba, 13(2), 39-48. https://www.researchgate.net/publication/331329673_Trichodinds_ectoparasites_Cilophora_Peritrichia_of_Clarias_gariepinus_Pisces_Clariidae_cultured_in_Cuba
- pnud, & Red Ormet. (2015). Perfil productivo Municipio de San Carlos (Antioquia). Bogotá, Colombia: Programa de las Naciones Unidas para el Desarrollo. https://issuu.com/pnudcol/docs/perfil_productivo_san_carlos
- Prieto, A. L., Atencio, L., Puerto, M., Pichardo, S., Jos, A., Moreno, I., & Cameán, M. (2008). Efectos tóxicos producidos por las microcistinas en peces. Revista Toxicologia, 25(1-3), 22-31. https://www.redalyc.org/articulo.oa?id=91925304
- Ribeiro, L. F., Barbosa, M. M., de Rezende Pinto, F., Guariz, C. S., Maluta, R. P., Rossi, J. R., Rossi, G. A., Lemos, M. V., & do Amaral, L. A. (2016). Shiga toxigenic and enteropathogenic Escherichia coli in water and fish from pay-to-fish ponds. Letters in Applied Microbiology, 62(3), 216-220. https://doi.org/10.1111/lam.12536
- Schets, F. M., Nobel, P. J., Strating, S., Mooijman, K. A., Engels, G. B., Brouwer, A. (2002). EU Drinking Water Directive reference methods for enumeration of total coliforms and Escherichia coli compared with alternative methods. Letters in Applied Microbiology, 34, 227-231. https://doi.org/10.1046/j.1472-765x.2002.01075.x.
- Suliman, E. A., & Al-Harbi, A. H. (2016). Prevalence and seasonal variation of ectoparasites in cultured Nile tilapia Oreochromis niloticus in Saudi Arabia. Journal of parasitic diseases: official organ of the Indian Society for Parasitology, 40(4), 1487-1493. https://doi.org/10.1007/s12639-015-0717-6
- Steckert, L. D., Furtado, W. E., Jerônimo, G. T., Pereira, S. A., Jesus, G., Mouriño, J., & Martins, M. L. (2019). Trace elements and microbiological parameters in farmed Nile tilapia with emphasis on muscle, water, sediment and feed. Journal of Environmental Science and Health. Part. B, Pesticides, food contaminants, and agricultural wastes, 54(4), 237-246 http://dx.doi.org/10.1080/03601234.2018.1550308
- Valladão, G. M., Alves, L. D., & Pilarski, F. (2016). Trichodiniasis in Nile tilapia hatcheries: Diagnosis, parasite: host-stage relationship and treatment. Aquaculture, 451, 444-450. https://doi.org/10.1016/j.aquaculture.2015.09.030
- Valladão, G. M., Levy, N., Viadanna, P. H., Gallani, S. U., Farias, T. H., & Pilarski, F. (2015). Haematology and histopathology of Nile tilapia parasitised by Epistylis sp., an emerging pathogen in South America. Bulletin of the European Association of Fish Pathologists, 35(1), 14-20. https://eafp.org/download/2015-volume35/issue_1/35-1-014-valladao.pdf
- Villanueva, M. A., Cardona, T., Tafur, M. A., & Barbosa, A. (2007). Buenas prácticas en la producción acuícola. Directrices sanitarias y de inocuidad para la producción acuícola destinada al consumo humano. Colombia: Instituto Colombiano Agropecuario. http://www.risaralda.gov.co/descargar.php?idFile=20892
- Wanja, D. W., Mbuthia, P. G., Waruiru, R. M., Bebora, L. C., & Ngowi, H. A. (2020). Natural Concurrent Infections with Black Spot Disease and Multiple Bacteriosis in Farmed Nile Tilapia in Central Kenya. Veterinary Medicine International, 1(2020), 8. https://doi.org/10.1155/2020/8821324
- Zago, A. C., Franceschini, L., Garcia, F., Schalch, S. H., Gozi, K. S., & Silva, R. J. (2014). Ectoparasites of Nile tilapia (Oreochromis niloticus) in cage farming in a hydroelectric reservoir in Brazil. Revista Brasileira de Parasitologia Veteriária, 23(2), 171-178. https://doi.org/10.1590/s1984-29612014041
Estatus sanitario en pequeños sistemas productivos piscícolas de tilapia en el municipio de San Carlos, Antioquia. (2023). Ciencia Y Tecnología Agropecuaria, 24(2). https://doi.org/10.21930/rcta.vol24_num2_art:2776
